SDS 平板膠片鑄造︰

1. 整理出兩組玻璃片及白板鑄膠組合，先用酒精拭淨，並選擇合適的間隔條（0.75 mm） 組合起來。請熟悉鑄膠三明治組合的正確組裝方式，以免灌入的膠液漏出來。

2. 三明治組合後直立站好，準備所要濃度的SDS 膠體溶液如表4.2. 兩片0.75mm 厚的平板膠片約需10 mL 分離膠體溶液，以及5 mL 焦集膠體溶液。APS液到最後才加入，未加APS 以前可在真空中抽去溶液中的氣體。

3.以上分離膠體各成份在小燒杯中混合均勻後，可直接沿著玻璃一側倒入鑄膠組合到預定高度 （約八成高），勿陷住氣泡；再輕輕加上一層isopropanol. 也可使用滴管慢慢加入膠體，同樣勿注入氣泡。

4. 約30 min 可凝結，以濾紙吸去isopropanol,同法倒入焦集膠體溶液，要加到滿；儘快插入樣品槽齒模，注意不可有氣泡陷在膠體中。一般在凝膠完成後，膠體與所加的水層的間，會出現清楚的直線介面，但因為背景為白色，較不易觀察的。

5.再度凝結後取下齒模即可使用。若不立刻使用，則把整個膠片組合用保鮮膜包好，膠面上方加一水層，勿使幹掉，在4℃約可放1~2 周。

電泳方法︰

6. 若膠片組合保存於4℃，則要等待膠片完全回覆室溫，才架到電泳槽。膠片一定要完全回溫，否則在進行電泳時，玻璃會因熱脹而破裂。

7.取F液稀釋成一倍溶液，並加SDS成為0.1%;先倒入下方的正極槽，注意不可有氣泡黏在膠體，然後倒入上方的負極槽。用微量針筒或微量移液器一個一個清洗樣本槽，除去殘留在槽內的膠體 （刷牙）。刷牙的動作很重要，而且要徹底，否則注入樣本時，會有大麻煩。又因為白色氧化鋁板乃白色背景，不容易看出樣本槽的位置，可用Hoefer 所附的透明樣本槽位置模板，作為指引，順便可練習樣本新增的動作。

8. 取蛋白質樣本溶液，加入同體積E 液，以及適量追蹤染料bromophenol blue,混勻後在100℃加熱10 min.放冷短暫離心後即可依次以微量移液器注入樣本槽，樣本體積可自斟酌，但要記好位置及體積；通常都使用5~15uL.注入樣本時，儘量把針頭或吸管伸到樣本槽底部，但不要觸到樣本槽底的膠面，則可以使得樣本所佔的體積最小，分離效果較好。

9. 裝上電源蓋，以100~150 V進行電泳，最高可加至200 V,視實驗的緊急程度，以及膠片發熱的情形而定。通電後兩極附近會立刻產生無數細微氣泡，是通電的特徵。

10.追蹤染料很快進入膠體，開始焦整合藍色細線，並向下泳動，大約1 h 可泳動到底邊，中止電泳，除去電源蓋。有些分子量較大的樣本，或使用濃度較高的膠片，可以等到藍色細線泳出膠體才停止。

膠片染色法：

11.取出膠片組合，使玻璃板向上，先除去兩側間隔條，再以扁形藥匙輕輕撬起玻璃，膠片則留在白板上。切除焦集膠體，並在分離膠片的右上方截角做記號 （區別膠片的左右）。

12. 取染色盤 （大約比膠片稍大），倒入CBR染色液，在染色盤上方把上述白板倒翻過來，挑起膠片一角，利用重力使膠片掉落到染色缸中。若要進行蛋白質轉印，則膠片不能染色，要浸入轉印緩衝液中。

13.在CBR 中染色約30 min,染色盤要加密蓋，置於旋轉平臺慢速50 rpm 搖盪的；要注意膠片是否完全沒入染色液中，否則會造成染色不均勻。

14.染色後小心把CBR 染劑倒回原來瓶中，整塊膠片變成藍色，先用自來水洗掉殘餘的染色液，再倒入約20 mL 脫色液，加密蓋後再放回旋轉平臺搖盪。染色脫色過程請戴手套，否則會在膠片上留下指紋。

15. 膠片的藍色背景漸漸脫掉，待脫色液轉成藍色後，可以換新脫色液；如此脫色數次，在一小時內應可看到蛋白質的藍色色帶出現。用過的脫色液，請回收倒在有機溶液的廢液桶中。

16. 待膠片背景完全透明後，染色脫色完成。倒去脫色液，改用50%甲醇液洗一兩次，待膠片縮至大約原來的尺寸，則可準備乾燥的。

膠片乾燥法：

17.把玻璃紙cellophane 先用水浸溼，平鋪在乾燥用的玻璃片上，玻璃紙會比玻璃片大，因此四周有多出來的部份。

18.把膠片平鋪在玻璃紙中央，膠片與玻璃紙間不要有任何氣泡。 除了氣泡的外，若膠片沒有回覆原來的大小，或者膠片的四邊有傷痕，都很容易造成膠片乾燥後的龜裂現象。

19. 在膠片上再加一層浸溼的玻璃紙，也不要陷有氣泡在內；把玻璃紙多出來的部份反折到玻璃背面，用手抹平表面水份，並用紙巾吸乾。

20.把此乾片三明治組合放在桌上，次日即可得到已經乾燥好的膠片，用電風扇或冷氣機吹的，可以加快乾片速度。 乾片後用指甲尖輕敲膠片，若還可以看到指甲所留下的痕跡，表示膠片並未完全乾燥，要再等候。

21. 待膠片完全乾燥後，以美工刀或剪刀去除多餘的玻璃紙，再加以護貝，則可永久儲存的。免疫染色的轉印紙，也可以護貝儲存。

凝膠電泳的原理比較簡單。當一種分子被放置在電場當中時，它們就會以一定的速度移向適當的電極，這種電泳分子在電場作用下的遷移速度，叫做電泳的遷移率。它同電場的強度和電泳分子本身所攜帶的淨電荷數成正比。

也就是說，電場強度越大、電泳分子所攜帶的淨電荷數量越多，其遷移的速度也就越快，反之則較慢。由於在電泳中使用了一種無反應活性的穩定的支援介質，如瓊脂糖凝膠和聚丙烯醯胺膠等，從而降低了對流運動，故電泳的遷移率又是同分子的摩擦係數成反比的。已知摩擦係數是分子的大小、極性及介質粘度的函式，因此根據分子大小的不同、構成或形狀的差異，以及所帶的淨電荷的多少，便可以透過電泳將蛋白質或核酸分子混合物中的各種成分彼此分離開來。

在生理條件下，核酸分子的糖-磷酸骨架中的磷酸基團呈離子狀態，從這種意義上講，DNA和RNA多核苷酸鏈可叫做多聚陰離子(Polyanions)。因此，當核酸分子被放置在電場中時，它們就會向正電極的方向遷移。由於糖-磷酸骨架結構上的重複性質，相同數量的雙鏈DNA幾乎具有等量的淨電荷，因而它們能以同樣的速度向正電極方向遷移。在一定的電場強度下，DNA分子的這種遷移速度，亦即電泳的遷移率，取決於核酸分子本身的大小和構型，分子量較小的DNA分子比分子量較大的DNA分子遷移要快些。這就是應用凝膠電泳技術分離DNA片段的基本原理。